Лабильный пул ионов меди как необходимый компонент системы ее клеточного гомеостатирования | Вестн. Том. гос. ун-та. Биология. 2015. № 3 (31) .

Лабильный пул ионов меди как необходимый компонент системы ее клеточного гомеостатирования

Существенная часть меди в клетках находится в виде комплексов с низкомолекулярными лигандами, образуя лабильный пул данного металла. За счет сохранения кинетической подвижности ионов меди в составе лабильного пула происходит ее распределение по клетке и доставка к медьсвязывающим белкам, например металлошаперонам и металлоферментам. Вероятно, основными лигандами лабильных ионов меди в клетке являются различные цистеин-содержащие соединения. Обсуждается роль глутатиона, металлотионеинов, фитохелатинов и некоторых других соединений в связывании лабильного пула ионов меди. Определяется возможная роль низкомолекулярных комплексов меди в генерации активных форм кислорода.

Labile copper pool as the essential component of copper homeostasis system.pdf Введение Медь является необходимым для аэробных организмов элементом; в то же время медь - один из наиболее токсичных тяжелых металлов. Клеткам необходимо обеспечивать адресную доставку ионов данного металла к медьсодержащим белкам, вместе с тем не допуская ее случайных взаимодействий с другими биомолекулами. Аффинность связывания меди с белками и другими биомолекулами очень высока [1-3], а неспецифическое связывание ионов меди с биомолекулами способно изменять их структуру и нарушать биологические функции. Кроме того, медь является редокс-активным металлом, который способен в ходе реакции Фентона генерировать высокоактивные свободные радикалы из сравнительно инертных активных форм кислорода (АФК), таких как супероксид или Н2О2 [5, 6]. При этом в генерации АФК способны участвовать не только свободные акваионы меди, которые в клетке отсутствуют [6, 7], но и ионы меди в связанной форме, если при этом в сайте связывания сохраняется возможность окислительно-восстановительных переходов между Cu(I) и Cu(II) [8-12]. С другой стороны, очень высокая способность цитоплазмы клеток связывать медь означает, что медьсодержащие ферменты не могут снабжаться данным элементом просто за счет термодинамически свободных ионов меди, растворенных в цитозоле [6, 13]. Сразу же после поступления в клетку медь должна связываться с определенными соединениями, причем образующиеся комплексы должны обладать следующими свойствами: - аффинность связывания меди данными комплексами должна быть высока, чтобы не допускать случайного перехода ионов меди на не предназначенные для этого биомолекулы, т.е. комплексы должны иметь высокую термодинамическую стабильность; - в то же время медь в составе комплексов должна быть кинетически лабильной, чтобы легко переходить к металлсвязывающим сайтам специфических медьсодержащих белков по термодинамическому градиенту; - соединения должны легко перемещаться по клетке; кроме того, их концентрация во внутриклеточной среде должна быть велика. Это необходимо для того, чтобы перехватывать ионы меди сразу же после их поступления в клетку, а потом быстро переносить ее по клетке к сайтам требования; - медь в этих соединениях должна быть стабилизирована в одной окислительной форме и не способна генерировать АФК. Действительно, в клетке, помимо меди, находящейся в составе металло-протеинов, где она выполняет свои физиологические функции, значительная часть меди находится в виде кинетически лабильного обменного пула, в состав которого медь включается сразу после поглощения и откуда переходит в состав металлопротеинов [14, 15]. Основу лабильного пула меди, по всей видимости, составляют комплексы Cu(I) с цистеинсодержащими биомолекулами. Цель данной работы состоит в том, чтобы рассмотреть основные группы соединений, участвующих в формировании лабильного пула ионов меди в клетках, заострив внимание на оценке кинетической подвижности ионов меди в составе данных комплексов, а также на способности комплексов участвовать в генерации АФК. Роль глутатиона в формировании лабильного пула ионов меди Значительная часть лабильного пула меди в клетке может быть образована комплексами Cu(I) с глутатионом [16-18]. Восстановленный глутатион (GSH) имеет очень высокую аффинность связывания с одновалентной медью; константа диссоциации комплекса Cu(I)-GSH составляет порядка 10-11 М [18]. Глутатион содержится в клетках в высоких концентрациях [19], и его содержание примерно на 2 порядка превышает общее содержание в них меди [6]. В культурах клеток млекопитающих показано, что в контрольных условиях более половины внутриклеточной меди находится в виде комплексов с GSH; при действии же избыточных концентраций меди уже в течение первых часов повышается доля комплексов меди с металлотионеинами и с Cu,Zn-супероксиддисмутазой, а с глутатионом - снижается [20, 21]. Как известно, для доставки меди к металлопротеинам существуют специальные белки - металлошапероны, которые переносят медь в форме Cu(I) к молекулам медьсодержащих белков и за счет специфических межмолекулярных взаимодействий включают металл в их состав [22]. Однако маловероятно, что металлошапероны получают медь непосредственно от белков - транспортеров меди [23]; так, делеция или сверхэкспрессия генов металлошаперонов ATOX1 или CCS не влияли на скорость начального поступления меди в культуру клеток почки эмбриона HEK293 [14]. В то же время при снижении содержания в клетках HEK293 восстановленного глу-татиона на 95% скорость поступления в них меди падала на 50%. Вероятно, поступающие в клетку ионы меди первоначально связываются именно c молекулами GSH, так как концентрация глутатиона в клетке превышает содержание в ней молекул транспортеров и металлошаперонов на несколько порядков [14]. Из состава комплексов с GSH медь может легко переходить к сравнительно немногочисленным молекулам металлошаперонов; аффинность металлошаперонов к Cu(I) существенно выше, чем у GSH, и в результате in vivo GSH и металлошапероны обладают сопоставимой способностью связывать медь [18]. В клетках Saccharomyces cerevisiae комплексы меди с глутатионом являются основным источником меди для шаперона Atx1; вероятно, in vivo данный шаперон существует в виде димера, включающего две молекулы белка Atx1, два иона Cu(I) и две молекулы GSH [16]. В некоторых случаях глутатион может непосредственно участвовать в доставке меди к медьсодержащим белкам. Так, у большинства исследованных организмов медь может встраиваться в состав апофермента супер-оксиддисмутазы без участия шаперона CCS, а у нематоды Caenorhabditis elegans данный шаперон отсутствует [24]. Для осуществления процесса CCS-независимой активации C^Zn-СОД необходим глутатион [25, 26]. Активность СОД из эритроцитов Bos taurus на 100% восстанавливалась in vitro комплексом Cu(I)-GSH, причем в процессе восстановления обнаруживалось прямое взаимодействие комплекса с активным сайтом фермента [27]. С другой стороны, на мутантах Arabidopsis thaliana, не вырабатывавших CCS, показано, что in vitro комплекс меди с GSH способен восстанавливать активность СОД более эффективно, чем CuSO4, только в том случае, если одновременно в реакцию вносился экстракт из растений-мутантов по гену CCS [28], т.е. процесс внедрения меди из комплекса Cu(I)-GSH в состав апо-СОД A. thaliana резко усиливался за счет некоторого неидентифицирован-ного фактора. Одно из важнейших свойств комплекса меди с GSH состоит в том, что медь в нем стабилизирована в виде Cu(I), а окислительно-восстановительные переходы Cu(I)^Cu(II) невозможны до тех пор, пока ион Cu(I) связан с молекулой GSH. В системах in vitro показано, что при наличии определенного избытка GSH над Cu(II) медь восстанавливается глутатионом до Cu(I) и связывается с молекулами GSH, в результате чего участие ионов Cu(I) в реакции Фентона становится невозможным и образования в растворе ги-дроксильных радикалов не происходит [29-32]. Способность к генерации гидроксильных радикалов возвращается к ионам меди только после того, как они высвобождаются в раствор в результате полного окисления SH-содержащих лигандов [33, 34], но в условиях in vivo подобная ситуация вряд ли будет иметь место, так как концентрация тиолов в клетках на порядки превышает содержание в них меди [31]. В ряде работ обнаружено, что комплексы меди с GSH, хотя и не способны генерировать гидроксильные радикалы, но активно образовывают супероксид-радикал, из чего был сделан вывод, что медь в составе комплекса с глутатионом сохраняет редокс-активность [35-37]. Однако в других работах показано, что источником генерации супероксида служат тиоловые радикалы RS, образующиеся в ходе окисления комплексов тиолов с медью; медь же в ходе реакции окисления остается в виде Cu(I) до тех пор, пока связана с тиолами [31, 33]. Таким образом, хотя комплексы Cu(I) с тиолами и могут генерировать супероксид, но медь в данных процессах непосредственно не участвует и степень окисления металла при этом не меняется. Играет ли комплекс Cu-GSH значительную роль в генерации супероксид-радикала in vivo, неизвестно; при этом, однако, нужно отметить, что супероксид-радикал намного менее реакционноспособен, чем гидроксильный радикал, и в клетке есть множество систем его инактивации [4]. Роль металлотионеинов в формировании лабильного пула ионов меди Металлотионеины (МТ) - это небольшие (массой 6-7 кДа) цистеин-бо-гатые белки, способные связывать различные ^0-металлы [38, 39], в том числе Cu(I). Количество МТ в норме в среднем составляет около 0,5% от содержания GSH в клетке, однако в условиях действия избытка металлов оно способно существенно возрастать [40]. За счет наличия множественных остатков цистеина МТ способны связывать ^0-металлы с очень высокой аффинностью - так, константы стабильности для комплексов Zn-MT составляют 10п-1014, Cd-MT - 1015-1017, Cu(I)-MT - 1017-1019 [41]. Ионы металлов, в том числе Cu(I), связываются металлотионеинами кооперативно с образованием Cu-S-кластеров; Cu-S-кластеры окружаются участками полипептидной цепи и гидрофобными атомами серы таким образом, что кластер становится малодоступным для взаимодействий с молекулами растворителя [42-44], хотя иногда отмечается и обратное [45]. Несмотря на наличие в молекуле МТ металлсвязывающего кластера, где ионы Cu(I) связываются с очень высокой аффинностью и недоступны для молекул растворителя, было обнаружено, что очень сильные хелаторы Cu(I) могут удалять часть меди из состава МТ. Так, в МТ Oryctolagus cuniculus 20-30% Cu(I) со временем переходило в состав комплекса с батокупроином дисульфоновой кислоты (BCS) [46]; в составе МТ S. cerevisiae 2 иона меди из 8 сразу же были доступны для связывания BCS, а при длительной инкубации практически вся медь из состава МТ переходила в комплекс с BCS [47]; в Cu^n-содержащем МТ печени B. taurus только 1 ион Cu(I) был полностью недоступен для связывания BCS [48]. Доступность связанной с МТ меди для хелатирования может объясняться двумя причинами. Во-первых, не все ионы Cu(I) в молекуле МТ связываются одинаково. Так, в составе металлсвя-зывающего кластера МТ S. cerevisiae 2 иона Cu(I) из 8 связываются с двумя SH-группами цистеиновых остатков в то время как остальные - с тремя; по-видимому, именно эти 2 иона доступны для взаимодействий с молекулами растворителя [49] и способны немедленно связываться с BCS [47]. В разных видах МТ от 10 до 50% меди может быть связано с 2 остатками цистеи-на [50]; возможно, эти ионы в составе МТ более доступны для обменных реакций, чем ионы, связанные с тремя SH-группами. Во-вторых, несмотря на высокую термодинамическую стабильность Cu-S-комплексов в составе МТ, металлсодержащие кластеры в МТ являются гибкими, динамическими структурами, в пределах которых происходит постоянный разрыв и образование связей между ионами металлов и тиоловыми группами [39, 51]. В результате связанные МТ ионы металлов проявляют высокую кинетическую лабильность, постоянно перемещаются в пределах металлсвязывающего кластера и способны при наличии соответствующего термодинамического градиента легко переходить между МТ и другими металлсвязывающими ли-гандами [39]. Как уже говорилось выше, связывание меди SH-группами в составе комплексов с глутатионом предотвращает окислительно-восстановительные переходы меди, стабилизируя ее в виде Cu(I). Так как связывание меди в молекулах МТ также происходит за счет SH-групп остатков цистеина, то следует ожидать, что медь в виде комплексов с МТ редокс-неактивна. Действительно, в ряде работ было показано, что in vitro Cu-МТ способны вызывать окислительное повреждение ДНК и перекисное окисление липидов (ПОЛ) лишь в том случае, если Cu(I) из их состава высвобождается во внешнюю среду в виде иона. Это может происходить за счет окисления SH-групп остатков цистеина перекисью водорода или избытком 2-валентной меди [52-54], а также окисления и / или нитрозилирования SH-групп под действием оксида азота NO [46, 57]. Однако окисление SH-групп в составе МТ обратимо и может восстанавливаться меркаптоэтанолом, дитиотреитолом, дигидроли-поевой кислотой и одним из основных клеточных восстановителей - GSH [54-56, 57], причем восстановленные остатки цистеинов снова способны связывать Cu(I) [57]. Так как среда в цитозоле в общем случае является восстановленной [19] и содержит глутатион в высоких концентрациях, то в условиях in vivo, скорее всего, медь в составе Cu-МТ редокс-неактивна, как и в комплексе с GSH. Сочетание высокой термодинамической стабильности и низкой кинетической стабильности связывания Cu(I) металлотионеинами, а также редокс-неактивность меди в их составе позволяют предположить, что МТ, как и GSH, являются важными компонентами поддержания лабильного пула меди в клетке и напрямую участвуют не только в детоксификации избытка данного металла, но и в процессах его транспорта и перераспределения в клетке, а также в передаче специфическим медьсвязывающим белкам. В виде комплексов с МТ может находиться значительная, а при некоторых условиях большая часть общей меди в клетке [20, 21, 48]. МТ способны in vivo принимать Cu(I) от молекул GSH, вероятно, за счет образования производного GS-Cu-MT [20]. Также in vivo может происходить и обратный процесс, т.е. переход Cu(I) от молекул МТ к GSH [58]. In vitro показано, что МТ могут осуществлять прямой (т.е. без высвобождения ионов меди в раствор) перенос меди к стеллацианину [57], лакказе [59] и СОД [46]. Возможно, МТ могут служить донорами меди для металлошаперонов [44], однако пока напрямую это не показано. Предполагается, что МТ являются своего рода «резервуаром», в котором постоянно находится определенная часть содержащейся в клетке меди; МТ могут служить источником меди для медьсодержащих белков, а при повышении содержания металла в клетке МТ депонируют избыточные его количества [44]. С другой стороны, есть свидетельства того, что в реальных концентрациях in vivo металлошапероны и GSH не могут конкурировать за связывание меди с МТ, а медьсвязывающие сайты цитохром-е-оксидазы и C^Zn-СОД кинетически недоступны для обмена металлом с МТ [18]. В таком случае МТ являются своего рода «ловушкой» для ионов Cu(I), и находящаяся в них медь in vivo является недоступной. Однако против такого предположения говорит тот факт, что в клетке значительная часть МТ находится в деметал-лизированном виде в форме апоМТ [56]. Другие возможные лиганды лабильной меди По-видимому, медь в составе лабильного пула связывается и с другими лигандами, кроме GSH и металлотионеинов. Так, 85% меди в митохондриях дрожжей и 70% меди в митохондриях печени Mus musculus находится в виде комплекса иона Cu(I) с низкомолекулярным анионным лигандом CuL неизвестной химической природы, который служит источником Cu(I) для ми-тохондриальных белков цитохром с-оксидазы и C^Zn-СОД! [60, 61]. Данный лиганд имеет очень высокую аффинность связывания Cu(I) (Kd порядка 10-19), однако при этом медь в составе комплекса CuL остается кинетически лабильной и может включаться в состав митохондриальных ферментов [61]. Данный лиганд обнаруживается не только в митохондриях, но и в цитоплазме, однако там он находится в основном в свободном от меди состоянии; предполагается, что связывание иона Cu(I) запускает перенос комплекса CuL из цитоплазмы в матрикс митохондрий [61]. По-видимому, пул меди в митохондриях не связан с GSH, так как мутанты S. cerevisiae, не способные синтезировать глутатион, не отличались от клеток дикого типа по содержанию меди в митохондриях [60]; кроме того, аффинность CuL к меди превосходит таковую для глутатиона [18, 61]. Рис. 1. Возможная схема образования пула лабильной меди в эукариотической клетке [Fig. 1. Possible scheme of labile copper pool formation in the eukaryotic cell] В ряде организмов, например в растениях, водорослях, некоторых грибах и нематоде C. elegans, обнаружены небольшие металлсвязывающие пептиды, называемые фитохелатинами (ФХ). Фитохелатины имеют общую структуру (y-Glu-Cys)n-Gly (n = 2-11) и синтезируются из GSH с помощью фермента фитохелатинсинтазы. В клетках дрожжей Schizosaccharomyces pombe фитохелатины образуют комплексы из нескольких молекул ФХ и нескольких ионов Cu(I) массой около 3 кДа [62, 63]; точная стехиометрия комплексов неизвестна, однако в состав 1 комплекса, по-видимому, входят менее 4 пептидов [62] и 4-6 ионов Cu(I) [50]. Как и в металлотионеинах, в ФХ медь находится в составе полиметаллического металл-тиолатного кластера [50] и защищена от взаимодействия с молекулами растворителя [62, 64]; в то же время комплексы меди с ФХ более чувствительны к окислению кислородом, чем Cu-МТ [63]. Значительная часть меди в составе ФХ, как и в МТ, доступна к хелатированию BCS [62], а значит, кинетически лабильна. На данный момент известно, что ФХ играют значительную роль в формировании устойчивости клеток к кадмию. Роль ФХ в гомеостазе меди изучена значительно хуже, чем для МТ; тем не менее ФХ также могут принимать участие в гомеостазе ионов меди, особенно у организмов, которые не вырабатывают МТ (например, S. pombe). Обнаружено, что in vitro комплексы меди и цинка с ФХ могут восстанавливать активность апоформ диаминоксидазы и угольной ангидразы соответственно [65]. Таким образом, на сегодняшний день для ряда биомолекул предполагается потенциальная роль в формировании лабильного пула меди в клетках. В общем виде предполагаемая роль различных лигандов лабильной меди в эукариотической клетке представлена на рис. 1. Весьма вероятно, что у некоторых организмов основными лигандами, участвующими в образовании лабильного пула меди, являются соединения, не упомянутые выше. Так, в клетках фибробластов M. musculus основная часть кинетически лабильной меди находится в виде Cu(I) и связана с серосодержащими соединениями, которые, однако, не являются ни GSH, ни металлотионеинами [66]. Комплексы меди с глутатионом, по-видимому, не являются основой лабильного пула меди в цитозоле Escherichia coli [7]. Ингибиторы синтеза глутатиона оказывают неожиданно слабое влияние на го-меостаз ионов меди в клетках Saccharomyces cerevisiae [67]. Заключение Значительная часть ионов меди в клетке находится в виде кинетически лабильных, подвижных комплексов, которые необходимы для доставки меди к специфическим металлопротеинам. Лабильная медь в клетке находится в одновалентной форме, стабилизированной за счет связывания с сульфгид-рильными группами, что делает ее редокс-неактивной и предотвращает участие ионов меди в реакции Фентона. Основными лигандами лабильной меди, по-видимому, являются глутатион и металлотионеины. Комплексы Cu(I) с данными соединениями сочетают высокую термодинамическую стабильность с кинетической лабильностью и вследствие этого могут служить источниками ионов меди для целого ряда медьсодержащих ферментов in vitro. Тем не менее действительную природу основных медьсвязывающих соединений в клетке еще предстоит установить.

Ключевые слова

медь, лабильный пул, АФК, глутатион, copper, labile pool, reactive oxygen species, metallothioneins, glutathione, металлотионеины

Авторы

ФИООрганизацияДополнительноE-mail
Злобин Илья ЕвгеньевичИнститут физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН (Москва)аспирант, м.н.с. лаборатории физиологических и молекулярных механизмов адаптацииilya.zlobin.90@mail.ru
Всего: 1

Ссылки

Prutz W.A. Interaction between glutathione and Cu(II) in the vicinity of nucleic acids // Biochem. J. 1994. Vol. 302. P. 373 -382.
Tottey S., Waldron K.J., Firbank S.J., Reale B., Bessant C., Katsuko S., Cheek T.R., Gray J., BanfieldM.J., Dennison C., Robinson N.J. Protein-folding location can regulate manganese binding versus copper- or zinc-binding // Nature. 2008. Vol. 455. P. 1138-1142.
Xiao Z., Brose J., Schimo S., Ackland S.M., La Fontaine S., Wedd A.G. Unification of the copper(I) binding affinities of the metallochaperones Atx1, Atox1, and related proteins: Detection probes and affinity standards // J. Biol. Chem. 2011. Vol. 286, № 13. P. 1104711055.
Kohen R., Nyska A. Oxidation of biological systems: Oxidative stress phenomena, antioxidants, redox reactions, and methods for their quantification // Toxicol. Pathol. 2002. Vol. 30, № 6. P. 620-650.
Valko M., MorrisH., CroninM.T.D. Metals, toxicity and oxidative stress // Curr. Med. Chem. 2005. Vol. 12, № 10. P. 1161-1208.
Rae T.D., SchmidtP.J., PufahlR.A., Culotta V.C., O'Halloran T. V. Undetectable intracellular free copper: The requirement of a copper chaperone for superoxide dismutase // Science. 1999. Vol. 284, № 5415. P. 805-808.
Changela A., Chen K., Xue Y., Holschen J., Outten C.E., O'Halloran T.V., Mondragon A. Molecular basis of metal-ion selectivity and zeptomolar sensitivity by CueR // Science. 2003. Vol. 301, № 5638. P. 1383-1387.
Samuni A., Chevion M., Czapski G. Unusual copper-induced sensitization of the biological damage due to superoxide radicals // J. Biol. Chem. 1981. Vol. 256, № 24. P. 12632-12635.
Chevion M. A site-specific mechanism for free radical induced biological damage: The essential role of redox-active transition metals // Free Radical Bio. Med. 1988. Vol. 5, № 1. P. 27-37.
Yamamoto K., Kawanishi S. Hydroxyl free radical is not the main active species in site-specific DNA damage induced by copper(II) ion and hydrogen peroxide // J. Biol. Chem. 1989. Vol. 264, № 26. P. 15435-15440.
Sayre L.W., Perry G., Harris P.L.R., Liu Y., Schubert K.A., Smith M.A. In situ oxidative catalysis by neurofibrillary tangles and senile plaques in Alzheimer's disease: a central role for bound transition metals // J. Neurochem. 2001. Vol. 74, № 1. P. 270-297.
Rubino J.T., Franz K.J. Coordination chemistry of copper proteins: How nature handles a toxic cargo for essential function // J. Inorg. Biochem. 2012. Vol. 107, № 1. P. 129-143.
Waldron K.J., Robinson N.J. How do bacterial cells ensure that metalloproteins get the correct metal? // Nat. Rev. Microbiol. 2009. Vol. 7. P. 25-35.
Maryon E.B., Molloy S.A., Kaplan J.H. Cellular glutathione plays a key role in copper uptake mediated by human copper transporter 1 // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2013. Vol. 304, № 8. P. 768-779.
Dodani S.C., Firl A., Chan J., Nam C.I., Aron A.T., Onak C.S., Ramos-Torres K.M., Paek J., Webster C.M., Feller M.B., Chang C.J. Copper is an endogenous modulator of neural circuit spontaneous activity // P. Natl. Acad. Sci. USA. 2014. Vol. 111, № 46. P. 16280-16285.
Miras R., Morin I., Jacquin O., Cuillel M., Guillain F., Mintz E. Interplay between glutathione, Atx1 and copper. 1. Copper(I) glutathionate induced dimerization of Atx1 // J. Biol. Inorg. Chem. 2008. Vol. 13, № 13. P. 195-205.
Poger D., Fillaux C., Miras R., Crouzy S., Delange P., Mintz E., Auwer C.D., Ferrand M. Interplay between glutathione, Atx1 and copper: X-ray absorption spectroscopy determination of Cu(I) environment in an Atx1 dimer // J. Biol. Inorg. Chem. 2008. Vol. 13, № 8. P. 1239-1248.
Banci L., Bertini I., Ciofi-Baffoni S., Kozyreva T., Zovo K., Palumaa P. Affinity gradients drive copper to cellular destinations // Nature. 2010. Vol. 465. P. 645-648.
Valko M., Rhodes C.J., Moncol J., Izakovic M., Mazur M. Free radicals, metals and antioxidants in oxidative stress-induced cancer // Chem.-Biol. Interact. 2006. Vol. 160, № 1. P. 1-40.
Freedman J.H., Ciriolo M.R., Peisach J. The role of glutathione in copper metabolism and toxicity // J. Biol. Chem. 1989. Vol. 264, № 10. P. 5598-5605.
Ferruzza S., Sambuy Y., Ciriolo M.R., De Martino A., Santaroni P., Potilio G., Scarino M.-L. Copper uptake and intracellular distribution in the human intestinal Caco-2 cell line // Biometals. 2000. Vol. 2000, № 13. P. 179-185.
Huffman D.L., O'Halloran T.V. Function, structure, and mechanism of intracellular copper trafficking proteins // Anu. Rev. Biochem. 2001. Vol. 70. P. 677-701.
Portnoy M., Schmidt P., Rogers R., Culotta V. Metal transporters that contribute copper to metallochaperones in Saccharomyces cerevisiae // Mol. Genet. Genomics. 2001. Vol. 265, № 5. P. 873-882.
Leitch J.M., Jensen L.T., Bouldin S.D., Outten C.E., Hart P.J., Culotta V.C. Activation of Cu,Zn-superoxide dismutase in the absence of oxygen and the copper chaperone CCS // J. Biol. Chem. 2009. Vol. 284. P. 21863-21871.
Carroll M.C., Girouard J.B., Ulloa J.L., Subramaniam J.R., WongP.C., Valentine J.S., Culotta V.C. Mechanisms for activating Cu- and Zn-containing superoxide dismutase in the absence of the CCS Cu chaperone // P. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. Vol. 101, № 21. P. 5964-5969.
Jensen L.T., Culotta V.C. Activation of CuZn superoxide dismutases from Caenorhabditis elegans does not require the copper chaperone CCS // J. Biol. Chem. 2005. Vol. 280, № 50. P. 41373-41379.
CirioloM.R., DesideriA., PaciM., Rotilio G. Reconstitution of Cu,Zn-superoxide dismutase by the Cu(I)-glutathione complex // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265, № 19. P. 11030-11034.
Huang C.-S., Kuo W.-Y., Weiss C., Jinn T.-L. Copper chaperone-dependent and -independent activation of three copper-zinc superoxide dismutase homologs localized in different cellular compartments in Arabidopsis // Plant Physiol. 2012. Vol. 158. P. 737-746.
HannaP.M., Mason R.P. Direct evidence for inhibition of free radical formation from Cu(I) and hydrogen peroxide by glutathione and other potential ligands using the EPR spin-trapping technique // Arch. Biochem. Biophys. 1992. Vol. 295, № 1. P. 205-213.
Milne L., Nicotera P., Orrenius S., BurkittM.J. Effects of glutathione and chelating agents on copper-mediated DNA oxidation: Pro-oxidant and antioxidant properties of glutathione // Arch. Biochem. Biophys. 1993. Vol. 304, № 1. P. 102-109.
Spear N., Aust S.D. Hydroxylation of deoxyguanosine in DNA by copper and thiols // Arch. Biochem. Biophys. 1995. Vol. 317, № 1. P. 142-148.
Kachur A.V., Koch C.J., Blaglow J.E. Mechanism of copper-catalyzed oxidation of glutathione // Free Rad. Res. 1998. Vol. 28, № 3. P. 259-269.
Pecci L., Montefoschi G., Musci G., Cavallini D. Novel findings on the copper catalysed oxidation of cysteine // Amino Acids. 1997. Vol. 13, № 3-4. P. 355-367.
Rigo A., Corazza A., di Paolo M.L., Rossetto M., Ugolini R., Scarpa M. Interaction of copper with cysteine: Stability of cuprous complexes and catalytic role of cupric ions in anaerobic thiol oxidation // J. Inorg. Biochem. 2004. Vol. 98, № 9. P. 1495-1501.
Carrasco-Pozo C., Aliaga M.E., Olea-Azar C., Speisky H. Double edge redox-implications for the interaction between endogenous thiols and copper ions: In vitro studies // Bioorgan. Med. Chem. 2008. Vol. 16, № 22. P. 9795-9803.
Speisky H., Gomez M., Carrasco-Pozo C., Pastene E., Lopez-Alarcon C., Olea-Azar C. Cu(I)-glutathione complex: A potential source of superoxide radicals generation // Bioorgan. Med. Chem. 2008. Vol. 16, № 13. P. 6568-6574.
Speisky H., Gomez M., Burgos-Bravo F., Lopez-Alarcon C., Jullian C., Olea-Azar C., Aliaga M.E. Generation of superoxide radicals by copper-glutathione complexes: Redox-consequences associated with their interaction with reduced glutathione // Bioorgan. Med. Chem. 2009. Vol. 17, № 5. P. 1803-1810.
Pountney D.L., Schauwecker I., Zarn J., Vasak M. Formation of mammalian Cu8-metallothionein in vitro: Evidence for the existence of two Cu(I)4-thiolate clusters // Biochemistry. 1994. Vol. 33, № 32. P. 9699-9705.
Romero-IsartN., VasakM. Advances in the structure and chemistry of metallothioneins // J. Inorg. Biochem. 2002. Vol. 88, № 3-4. P. 388-396.
Deters D., Hartmann H.-J., Weser U. Transient thiyl radicals in yeast copper(I) thionein // BBA-Struct. M. 1994. Vol. 1208, № 2. P. 344-347.
HamerD.H. Metallothionein1,2 // Ann. Rev. Biochem. 1986. Vol. 55. P. 913-951.
BeltraminiM., MungerK., Germann U.A., Lerch K. Luminescence emission from the Cu(I)-thiolate complex in metallothioneins // Metallothionein II. Proceedings of the «Second International Meeting on Metallothionein and Other Low Molecular Weight Metal-binding Proteins» / Eds Kagi J.H.R., Kojima Y. Zurich, 1987. P. 237-241.
Byrd J., BergerR.M., McMillingD.R., Wright C.F., HamerD., Winge D.R. Characterization of the copper-thiolate cluster in yeast metallothionein and two truncated mutants // J. Biol. Chem. 1988. Vol. 263, № 14. P. 6688-6694.
Calderone V., Dolderer B., Hartmann H.-J., Echner H., Luchinat C., Del Blanco C., Mangani S., Weser U. The crystal structure of yeast copper thionein: The solution of a long-lasting enigma // PNAS. 2005. Vol. 102, № 1. P. 51-56.
Vaher M., Romero-Isart N., VasakM., Palumaa P. Reactivity of Cd7-metallothionein with Cu(II) ions: evidence for a cooperative formation of Cd3,Cu(I)5-metallothionein // J. Inorg. Biochem. 2001. Vol. 83, № 1. P. 1-6.
Liu SX., Fabisiak J.P., Tyurin V.A., Borisenko G.G., Pitt B.R., Lazo J.S., Kagan V.E. Reconstitution of apo-superoxide dismutase by nitric oxide-induced copper transfer from metallothioneins // Chem. Res. Toxicol. 2000. Vol. 13, № 9. P. 922-931.
Weser U., Hartmann H.-J. Differently bound copper(I) in yeast Cu8-thionein // BBA-Struct. M. 1988. Vol. 953. P. 1-5.
ChenP., OnanaP.,ShawC.F., Petering D.H. Characterization ofcalfliver Cu,Zn-metallothionein: Naturally variable Cu and Zn stoichiometries // Biochem. J. 1996. Vol. 317. P. 389-394.
Hartmann H.-J., Li Y.-J., Weser U. Analogous copper(I) coordination in metallothionein from yeast and the separate domains of the mammalian protein // Biometals. 1992. Vol. 5, № 3. P. 187-191.
Pickering I.J., George G.N., Dameron C.T., Kurz B., Winge D.R., Dance I.G. X-ray absorption spectroscopy of cuprous-thiolate clusters in proteins and model systems // J. Am. Chem. Soc. 1993. Vol. 115, № 21. P. 9498-9505.
Vasak M. Dynamic metal-thiolate cluster structure of metallothioneins // Environ. Health Perspect. 1986. Vol. 65. P. 193-197.
Stephenson G.F., Chan H.M., Cherian M.G. Copper-metallothionein from the toxic milk mutant mouse enhances lipid peroxidation initiated by an organic hydroperoxide // Toxicol. Appl. Pharm. 1994. Vol. 125, № 1. P. 90-96.
Oikawa S., Kurasaki M., Kojima Y., Kawanishi S. Oxidative and nonoxidative mechanisms of site-specific DNA cleavage induced by copper-containing metallothioneins // Biochemistry. 1995. Vol. 34, № 27. P. 8763-8770.
Fabisiak J.P., Pearce L.L., Borisenko G.G., Tyurina Y.Y., Tyurin V.A., Razzack J., Lazo J.S., Pitt B.R., Kagan V.E. Bifunctional anti-/prooxidant potential of metallothionein: redox signaling of copper binding and release // Antioxid. Redox Sign. 2008. Vol. 1, № 3. P. 349364.
Suzuki K.T., Maitani T. Metal-dependent properties of metallothionein. Replacement in vitro of zinc in zinc-thionein with copper // Biochem. J. 1981. Vol. 199. P. 289-295.
Carpene E., Andreani G., Isani G. Metallothionein functions and structural characteristics // J. Trace Elem. Med. Bio. 2007. Vol. 21, S1. P. 35-39.
Hartmann H.-J., Morpurgo L., Desideri A., Rotilio G., Weser U. Reconstitution of stellacyanin as a case of direct Cu(I) transfer between yeast copper thionein and 'blue' copper apoprotein // FEBS lett. 1983. Vol. 152, № 1. P. 94-96.
Freedman J.H., Peisach J. Intracellular copper transport in cultured hepatoma cells // Biochem. Bioph. Res. Co. 1989. Vol. 164, № 1. P. 134-140.
Morpurgo L., Hartmann H.J., Desideri A., Weser U., Rotilio G. Yeast copper-thionein can reconstitute the Japanese-lacquer-tree (Rhus vernicifera) laccase from the Type 2-copper-depleted enzyme via a direct copper(I)-transfer mechanism // Biochem. J. 1983. Vol. 211. P. 515-517.
Cobine P.A., Ojeda L.D., Rigby K.M., Winge D.R. Yeast contain a non-proteinaceous pool of copper in the mitochondrial matrix // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279, №14. P. 14447-14455.
Cobine P.A., Pierrel F., Bestwick M.L., Winge D.R. Mitochondrial matrix copper complex used in metallation of cytochrome oxidase and superoxide dismutase // J. Biol. Chem. 2006. Vol. 281, № 48. P. 36552-36559.
Mehra R.K., Winge D.R. Cu(I) binding to the Schizosaccharomyces pombe y-glutamyl peptides varying in chain lengths // Arch. Biochem. Biophys. 1988. Vol. 265, № 2. P. 381389.
Reese R.N., Mehra R.K., Tarbet E.B., Winge D.R. Studies on the y-glutamyl Cu-binding peptide from Schizosaccharomyces pombe // J. Biol. Chem. 1988. Vol. 263, № 9. P. 41864192.
Winge D.R. Copper coordination in metallothionein // Method. Enzymol. 1991. Vol. 205. P. 458-469.
Thumann J., Grill E., Winnacker E.-L., Zenk M.H. Reactivation of metal-requiring apoenzymes by phytochelatin-metal complexes // FEBS Lett. 1991. Vol. 284, № 1. P. 66-69.
Yang L., McRae R., Henary M.M., Patel R., Lai B., Vogt S., Fahrni C. Imaging of the intracellular topography of copper with a fluorescent sensor and by synchrotron x-ray fluorescence microscopy // PNAS USA. 2005. Vol. 102, № 32. P. 11179-11184.
Bi W.X., Kong F., Hu X.Y., Cui X. Role of glutathione in detoxification of copper and cadmium by yeast cells having different abilities to express Cup1 protein // Toxicol. Mech. Method. 2007. Vol. 17, № 6. P. 371-378.
 Лабильный пул ионов меди как необходимый компонент системы ее клеточного гомеостатирования | Вестн. Том. гос. ун-та. Биология. 2015. № 3 (31) .

Лабильный пул ионов меди как необходимый компонент системы ее клеточного гомеостатирования | Вестн. Том. гос. ун-та. Биология. 2015. № 3 (31) .