Исследование биологической активности липосомного сангвинарина на культурах опухолевых клеток и простейших | Вестн. Том. гос. ун-та. Биология. 2018. № 44. DOI: 10.17223/19988591/44/6

Исследование биологической активности липосомного сангвинарина на культурах опухолевых клеток и простейших

Получена липосомная форма сангвинарина на основе лецитина и холестерина, характеризующаяся средним размером частиц 108,5±2,2 нм, дзета-потенциалом -34,7±1,4 мВ и способностью к пролонгированному высвобождению действующего вещества. Проведено исследование активности липосомного сангвинарина на культурах опухолевых клеток и клеток простейших. Липосомная форма сангвинарина обладала цитотоксической активностью, близкой к активности свободного вещества, в отношении опухолевых клеток карциномы молочной железы человека линии MCF-7 (IC50 14,5 и 9,4 мкМ соответственно). Минимальная подавляющая концентрация липосомного сангвинарина в отношении инфузорий P. caudatum составляла 0,49 мкМ. Препарат оказывал выраженное стимулирующее действие на процесс тромбообразования, а также функциональную активность системы комплемента в отношении инфузорий T. pyriformis, в 2 раза сокращая время их полужизни в сыворотке крови. Полученные результаты позволяют рассматривать липосомный сангвинарин в качестве перспективного противоопухолевого и антипротозойного средства.

Study of the biological activity of liposomal sanguinarine on cultures of tumor cells and protozoa.pdf Введение Сангвинарин представляет собой бензофенантридиновый алкалоид, содержащийся в растениях семейства Маковых (Papaveraceae). С точки зрения применения в медицине привлекательными особенностями санг-винарина являются его относительно низкая токсичность [1, 2] и плюри-потентность действия. Сангвинарин обладает противомикробной [3, 4], противовирусной [5], противопаразитарной [6-8], противовоспалительной [9], антитромбоцитарной [10], антиангиогенной [11] и противоопухолевой активностью [12]. Одним из важных свойств сангвинарина является выраженная способность к подавлению тромбообразования, опухолевого роста и метастазирования. Сангвинарин проявляет антитромбоцитарное действие путем подавления адгезии и агрегации тромбоцитов [13]. Ингибирование циклооксигеназы служит одним из путей подавления тромбообразования, например, с помощью ацетилсалициловой кислоты, которая необратимо ин-гибирует циклооксигеназу тромбоцитов и эндотелиальных клеток, подавляя образование тромбоксана А2 [14, 15]. В то же время аспирин подавляет образование в эндотелиальных клетках простациклина, который предотвращает агрегацию тромбоцитов и вызывает вазодилатацию. Тромбоксан А2 синтезируется активированными тромбоцитами и стимулирует активацию новых тромбоцитов, а также их агрегацию. Активная форма тромбоксана А2 крайне неустойчива и способна самопроизвольно превращаться в неактивный метаболит - тромбоксан B2. Период полураспада тромбоксана А2 в организме человека составляет 30 с [16]. Показано, что в концентрации 5-10 мкм сангвинарин ингибирует образование тромбоксана В2, но не подавляет агрегацию тромбоцитов, индуцируемую высокими концентрациями сериновой протеазы тромбина [17]. Сангвинарин также ингибирует цикло-оксигеназу-1 (IC50 28 мкЫ), но оказывает незначительный ингибирующий эффект на циклооксигеназу-2. Циклооксигеназы играют важную роль не только в тромбообразовании, но и в гомеостазе пищеварительного тракта, механизмах боли и воспалительных реакций организма [16]. Циклооксиге-наза-1, являющаяся мишенью действия сангвинарина, также играет важную роль в патологическом ангиогенезе и злокачественной трансформации клеток молочной железы [18], поэтому изучение противоопухолевого действия сангвинарина в отношении клеток карциномы молочной железы имеет важное значение. Помимо циклооксигеназы-1, описаны и другие мишени противоопухолевого действия сангвинарина. Так, сангвинарин способен индуцировать апоптоз опухолевых клеток посредством активации каспазы 3 и подавления экспрессии Bcl-2 [19]. В клетках рака предстательной железы сангвинарин блокирует клеточный цикл путем индукции повышения уровня экспрессии ингибиторов циклинзависимых протеинкиназ и подавления экспрессии циклинзависимых протеинкиназ 2, 4 и 6 [20]. Также показано значительное ингибирование индуцированных тканевым полипептидным антигеном (ТРА) инвазии и миграции клеток рака молочной железы [21]. Такой ингибирующий эффект сангвинарина имеет особо важное значение, поскольку клетки рака молочной железы активно метастазируют в дистальные органы (печень, легкие, лимфатические узлы, кости), что является одной из главных причин высокой смертности пациентов с данным онкологическим заболеванием. Таким образом, исследование модулирующего влияния сангвинарина на процессы тромбообразования и злокачественный рост, а также разработка эффективных транспортных терапевтических систем имеют большое практическое значение, поскольку возможности его применения в свободном виде ограничены вследствие низкой растворимости в биологических жидкостях. Представленные в литературе сведения о противоопухолевой активности липосомных форм сангвинарина весьма скромны, а сведения об антитромботической активности не представлены вовсе. В настоящее время продолжает быть актуальным поиск новых и совершенствование имеющихся систем транспорта терапевтических агентов широкого спектра действия, а также изучение новых мишеней для таких препаратов. В данной работе была получена, очищена и охарактеризована липосомная форма сангвина-рина на основе лецитина и холестерина. С целью расширения потенциальных сфер терапевтического применения липосомного сангвинарина была исследована его противоопухолевая активность в отношении клеток карциномы молочной железы, а также влияние на тромбообразование. Биологическая активность липосомного сангвинарина была исследована в отношении клеток простейших - Paramecium caudatum и Tetrahymena pyriformis. Материалы и методики исследований В работе использовали сангвинарин, холестерин, фосфатно-солевой буфер, глюкозу, пептон, дрожжевой экстракт, триэтаноламин, Сефадекс G-50, NaCl, NaHCO3, KCl, MgSO4, CaCl2 (Merck, Германия), лецитин (AppliChem, Германия). Остальные реактивы имели квалификацию «ч.д.а.». Липосомы получали методом гидратации тонкослойной пленки буфером с последующей обработкой дисперсии ультразвуком. К смеси лецитина и холестерина в хлороформе (молярное соотношение 3:1) добавляли 0,4% раствор сангвинарина в метаноле. Смесь хлороформа с метанолом удаляли на роторном испарителе, продували высушенные липиды азотом и ресуспендировали в 40 мМ фосфатно-солевом буфере, рН 7,4. Суспензию подвергали обработке ультразвуком в течение 5 мин при 50°С с помощью ультразвукового дезинтегратора «Misonix sonicator S-4000» при амплитуде 60%. После фильтрации на фильтре с размером пор 0,45 мкм липосомный препарат подвергали 11-кратной экструзии через поликарбонатную мембрану с размером пор 100 нм с помощью ручного экструдера Avanti Mini-Extruder (Avanti Polar Lipids, Inc., США). Очистку липосомной дисперсии от не включившегося в везикулы препарата проводили на колонке с Сефадекс G50, уравновешенным 40 мМ фосфат-но-солевым буферным раствором, рН 7,4. Элюирование препарата липосом проводили тем же буферным раствором при скорости потока 2 мл/мин, под контролем УФ-детектора при длине волны X 275 нм. Фракции, содержащие липосомный препарат, объединяли и использовали в дальнейших экспериментах. Для определения эффективности инкапсулирования сангвинарина в ли-посомы к 100 мкл препарата липосом после диализа добавляли 200 мкл метанола, перемешивали и подвергали обработке ультразвуком в течение 5 мин. Затем образец центрифугировали и отбирали 100 мкл супернатанта для ВЭЖХ-анализа, который проводили с помощью хроматографа Agilent Technologies 1260 Infinity (США) на обращеннофазовой колонке С18. Подвижная фаза состояла из смеси водного (10%) ацетонитрила и трифторук-сусной кислоты (0,1%); скорость потока составляла 1 мл/мин. Присутствующий в элюате с колонки сангвинарин определяли при длине волны X 275 нм. С помощью стандартного образца сангвинарина строили калибровочный график, по которому определяли концентрацию сангвинарина. Эффективность включения сангвинарина в липосомы (E) рассчитывали по формуле E^mymJ-100%, где шл - количество сангвинарина в липосомах, мг; шо -общее количество сангвинарина, мг. Изучение формы и размеров полученных липосомных частиц осуществляли на сканирующем электронном микроскопе JEOL JSM-6490LV (Япония). Исследуемые пробы покрывались 20 нм (40 с при 40 мА) слоем платины в автоматическом коутере JEOL JFC-1600. Определение размеров частиц и дзета-потенциала проводили методом динамического рассеяния света или фотонной корреляционной спектроскопии на анализаторе Zetasizer Nano ZS (Malvern Instruments Ltd, Великобритания). Изучение динамики высвобождения сангвинарина проводили с помощью модифицированного метода диализа [22]. Препарат липосом (20 мл) в диализном мешке помещали в термостатируемый шейкер и диализировали при 37°С в течение 24 ч при постоянном перемешивании (50 об/мин) против фосфатно-солевого буфера (рН 7,4), содержащего 1% метанола. В качестве контроля использовали свободный сангвинарин, который диализировали в аналогичных условиях. Образцы отбирали для анализа через определенные промежутки времени, добавляя к исходному диализному раствору тот же объем свежего буфера. Содержание сангвинарина в диализате определяли с помощью обращеннофазовой ВЭЖХ. В работе использовали опухолевые клетки карциномы молочной железы человека линии MCF-7. Клетки культивировали в пластиковых флаконах (Corning, США) в среде DMEM (Sigma, США), содержащей 10% эмбриональной бычьей сыворотки и 100 мкг/мл стрептомицина, в увлажненной атмосфере 5%-ного CO2 в инкубаторе CB 53 (Binder GmbH, Германия) при 37°C. За 1 сут до эксперимента клетки рассевали в 96-луночные планшеты для микротитрования (Corning, США) в среде для культивирования в плотности 5000-7000 клеток в лунку. Инкубировали клетки с растворами исследуемых препаратов в различных концентрациях в стандартных условиях 72 ч, после чего определяли выживаемость клеток с помощью МТТ-теста [23]. ЦТА препарата выражали в единицах IC50 (молярная концентрация препарата, вызывающая гибель 50% клеток). Оценку токсичности и биологического действия липосомного сангвина-рина на клетки простейших проводили на приборе «БиоЛаТ» (Россия), имеющем в своем составе две видеокамеры, передающие изображения лунок планшета в компьютер, где полученные данные обрабатываются с помощью управляющей программы AutoQliata, которая, в зависимости от варианта исследования, подсчитывает количество клеток или регистрирует изменения яркости в реакционной смеси [24]. В работе использовали лабораторные культуры клеток простейших Paramecium caudatum Ehrenberg и Tetrahymena pyriformis WH1 из коллекции Научного центра психического здоровья (ФГБНУ НЦПЗ, г. Москва). Клетки P caudatum культивировали при температуре 25°С в чашках Петри на среде, содержащей 0,01% NaCl, 0,002% MgSO4, 0,002% CaCl2, 0,001% KCl, 0,001% NaHCO3, с добавлением сухих дрожжей (Saccharomyces cerevisiae). Клетки T. pyriformis культивировали при 25°С на стерильной синтетической среде, содержащей 0,5% пептона, 0,5% глюкозы, 0,1% дрожжевого экстракта, 0,1% NaCl. Минимальную подавляющую концентрацию липосомного сангвинарина определяли на инфузориях P caudatum по тест-реакции гибели клеток в присутствии препарата в различных концентрациях [24]. В лунки планшета прибора «БиоЛаТ» вводили инфузории P caudatum в среде культивирования. Включали команду подсчета клеток в заданных лунках и вводили препарат липосомного сангвинарина в исследуемых концентрациях. В течение 2 ч эксперимента через заданные промежутки времени оценивали выживаемость клеток в лунках с разной концентрацией препарата. Оценку биологического действия сангвинарина на инфузорий Т. pyriformis проводили по тест-реакции роста культуры при низкой заведомо нетоксичной для простейших концентрации препарата - 60 нг/мл. В лунки планшета прибора «БиоЛаТ» вносили 300-400 клеток Т. pyriformis и препарат в указанной концентрации. Контролем служила дистиллированная вода. Эксперимент продолжали в течение 24 ч. Коэффициент пролиферации клеток (Кп) рассчитывали по формуле Кп=^/Ы0, где Nj - количество живых инфузорий после экспозиции в пробе, N0 - количество живых инфузорий до начала этапа опыта. Для оценки влияния липосомного сангвинарина на тромбообразование регистрировали размер и время начала образования сгустка в плазме крови с добавлением препарата и без него (контроль) [25]. В лунки планшета прибора «БиоЛаТ» вводили по 260 мкл буфера (0,1 М триэтаноламин, 1,5 мМ MgCl2, 2,5 мМ CaCl2) и 10 мкл липосомного сангвинарина (конечная концентрация сангвинарина в лунке составляла 600 нг/мл). В контрольные образцы вместо препарата вносили по 10 мкл дистиллированной воды. После оценки первоначальной яркости кадров всех заданных лунок планшета в них вводили по 30 мкл цитратной плазмы (пул из плазмы 10 здоровых доноров) и оценивали изменения яркости кадров. Влияние липосомного сангвинарина на тромбообразование оценивали по времени начала тромбообразования и плотности образующегося сгустка, соответствующей яркости кадра. Действие липосомного сангвинарина на систему комплемента в сыворотке крови оценивали по времени гибели половины клеток-мишеней T. pyriformis [26]. В лунки планшета прибора вводили 260 мкл буфера, 10 мкл препарата (концентрация 60 нг/мл), 15 мкл разведенной в 4 раза сыворотки (пул из сывороток 10 здоровых доноров) и 15 мкл культуры инфузорий T. pyriformis. В контрольные лунки вводили те же компоненты, но вместо раствора препарата - 10 мкл дистиллированной воды. С помощью прибора «БиоЛаТ» оценивали изменение количества клеток в заданных лунках. Обработку полученных данных проводили с помощью компьютерных программ AutoQliata и Microsoft Excel 2010 (при анализе данных, полученных с прибора «БиоЛаТ»), а также программы Microcal Origin 6.0. Для выявления статистической значимости отличий использовали критерий Стью-дента; данные считали статистически значимыми при значениях р

Ключевые слова

сангвинарин, липосомы, противоопухолевая активность, карцинома MCF-7, тромбообразование, антипротозойная активность, Paramecium caudatum, Tetrahymena pyriformis, sanguinarine, liposomes, MCF-7 carcinoma, thrombus formation, antitumor activity, antiprotozoal activity, Paramecium caudatum, Tetrahymena pyriformis

Авторы

ФИООрганизацияДополнительноE-mail
Луценко Сергей ВикторовичПервый Московский государственный медицинский университет имени И.М. Сеченовад-р биол. наук, профессор, зав. кафедрой биотехнологииsvlutsenko57@mail.ru
Черемных Елена ГригорьевнаНаучный центр психического здоровьяканд. техн. наук, доцент, с.н.с. лаборатории клинической биохимииelcher10@yandex.ru
Седякина Наталья ЕвгеньевнаПервый Московский государственный медицинский университет имени И.М. Сеченоваканд. хим. наук, доцент кафедрыnsedyakina@mail.ru
Молдогазиева Нурбубу ТентиевнаПервый Московский государственный медицинский университет имени И.М. Сеченовад-р биол. наук, профессор кафедры биотехнологииnmoldogazieva@mail.ru
Громовых Татьяна ИльиничнаПервый Московский государственный медицинский университет имени И.М. Сеченовад-р биол. наук, профессор кафедры биотехнологииgromovykhtatyana@mail.ru
Фельдман Наталия БорисовнаПервый Московский государственный медицинский университет имени И.М. Сеченовад-р биол. наук, профессор кафедры биотехнологииn_feldman@mail.ru
Всего: 6

Ссылки

Kosina P., Walterova D., Ulrichova J., Lichnovsky V., Stiborova M., Rydlova H., Vicar J., Krecman V., Brabec M.J., Simanek V. Sanguinarine and chelerythrine: assessment of safety on pigs in ninety days feeding experiment // Food and Chemical Toxicology. 2004. Vol. 42. PP. 85-91. doi: 10.1016/j.fct.2003.08.007
Zdarilova A., Vrublova E., Vostalova J., Klejdus B., Stejskal D., Proskova J., Kosina P., Svobodova A., Vecera R., Hrbac J., Cernochova D., Vicar J., Ulrichova J., Simanek V. Natural feed additive of Macleaya cordata: safety assessment in rats a 90-day feeding experiment // Food and Chemical Toxicology. 2008. Vol. 46. PP. 3721-3726. doi: 10.1016/j. fct.2008.09.054
Miao F., Yang X.J., Zhou L., Hu H.J., Zheng F., Ding X.D., Sun D.M., Zhou C.D., Sun W. Structural modification of sanguinarine and chelerythrine and their antibacterial activity // Natural Product Research. 2011. Vol. 25. PP. 863-875. doi: 10.1080/14786419.2010.482055
Yang X.J., Miao F., Yao Y., Cao F.J., Yang R., Ma Y.N., Qin B.F., Zhou L. In vitro antifungal activity of sanguinarine and chelerythrine derivatives against phytopathogenic fungi // Molecules. 2012. Vol. 17. PP. 13026-13035. doi: 10.3390/molecules171113026
Tan G.T., Pezzuto J.M., Kinghorn A.D., Hughes S.H. Evaluation of natural products as inhibitors of human immunodeficiency virus type 1 (HIV-1) reverse transcriptase // Journal of Natural Products. 1991. Vol. 54. PP. 143-154. doi: 10.1021/np50073a012
Miao F., Yang X.J., Ma Y.N., Zheng F., Song X.P., Zhou L. Structural modification of sanguinarine and chelerythrine and their in vitro acaricidal activity against Psoroptes cuniculi // Chemical and Pharmaceutical Bulletin (Tokyo) 2012. Vol. 60. PP. 1508-1513. doi: 10.1248/cpb.c12-00618
Yao J.-Y., Li X.-L., Shen J.-Y., Pan X.-Y., Hao G.-J., Xu Y., Ying W.-L., Ru H.-S., Liu X.-L. Isolation of bioactive components from Chelidonium majus L. with activity against Trichodina sp. // Aquaculture. 2011. Vol. 318. PP. 235-238. doi: 10.1016/j. aquaculture.2011.04.035
Wang G.X., Zhou Z., Jiang D.X., Han J., Wang J.F., Zhao L.W., Li J. In vivo anthelmintic activity of five alkaloids from Macleaya microcarpa (Maxim) Fedde against Dactylogyrus intermedius in Carassius auratus // Veterinary Parasitology. 2010. Vol. 171. PP. 305-313. doi: 10.1016/j.vetpar.2010.03.032
Lenfeld J., Kroutil M., Marsalek E,. Slavik J., Preininger V., Simanek V. Antiinflammatory activity of quaternary benzophenanthridine alkaloids from Chelidonium majus // Planta Medica. 1981. Vol. 43. PP. 161-165. doi: 10.1055/s-2007-971493
Tsai I.L., Wun M.F., Teng C.M., Ishikawa T., Chen I.S. Anti-platelet aggregation constituents from Formosan Toddalia asiatica // Phytochemistry. 1998. Vol. 48. PP. 1377-1382. doi: 10.1016/S0031-9422(97)00678-X
Xu J.Y., Meng Q.H., Chong Y., Jiao Y., Zhao L., Rosen E.M., Fan S. Sanguinarine is a novel VEGF inhibitor involved in the suppression of angiogenesis and cell migration // Molecular and Clinical Oncology. 2013. Vol. 1, № 2. PP. 331-336. doi: 10.3892/mco.2012.41
Gaziano R., Moroni G., Bue C., Miele M.T., Sinibaldi-Vallebona P., Pica F. Antitumor effects of the benzophenanthridine alkaloid sanguinarine: Evidence and perspectives // World Journal of Gastrointestinal Oncology. 2016. Vol. 8. PP. 30-39. doi: 10.4251/wjgo.v8.i1.30
Maseri A., Cianflone D. Inflammation in acute coronary syndromes // European Heart Journal Supplements. 2002. Vol. 4 (Suppl. B). PP. B8-B13. doi: 10.1016/S1520-765X(02)90009-X
Baigent C., Blackwell L., Collins R., Emberson J., Godwin J., Peto R., Buring J., Hennekens C., Kearney P., Meade T., Patrono C., Roncaglioni M.C., Zanchetti A. Aspirin in the primary and secondary prevention of vascular disease: collaborative meta-analysis of individual participant data from randomised trials // Lancet. 2009. Vol. 373. PP. 1849-1860. doi: 10.1016/S0140-6736(09)60503-1
Patrono C., Garda Rodriguez L.A., Landolfi R., Baigent C. Low-dose aspirin for the prevention of atherothrombosis // The New England Journal of Medicine. 2005. Vol. 353. PP. 2373-2383. doi: 10.1056/NEJMra052717
Simmons D.L., Botting R.M., Hla T. Cyclooxygenase isozymes: the biology ofprostaglandin synthesis and inhibition // Pharmacological Reviews. 2004. Vol. 56. PP. 387-437. doi: 10.1124/pr.56.3.3
Jeng J.H., Wu H.L., Lin B.R., Lan W.H., Chang H.H., Ho Y.S., Lee P.H., Wang Y.J., Wang J.S., Chen Y.J., Chang M.C. Antiplatelet effect of sanguinarine is correlated to calcium mobilization, thromboxane and cAMP production // Atherosclerosis. 2007. Vol. 191. PP. 250-258. doi: 10.1016/j.atherosclerosis.2006.05.023
Lavalle G.E., Bertagnolli A.C., Tavares W.L., Cassali G.D. Cox-2 expression in canine mammary carcinomas: correlation with angiogenesis and overall survival // Veterinary Pathology. 2009. Vol. 46. PP. 1275-1280. doi: 10.1354/vp.08-VP-0226-C-FL
Han M.H., Yoo Y.H., Choi Y.H. Sanguinarine-induced apoptosis in human leukemia U937 cells via Bcl-2 downregulation and caspase-3 activation // Chemotherapy. 2008. Vol. 54. PP. 157-165. doi: 10.1159/000140359
Adhami V.M., Aziz M.H., Reagan-Shaw S.R., Nihal M., Mukhtar H., Ahmad N. Sanguinarine causes cell cycle blockade and apoptosis of human prostate carcinoma cells via modulation of cyclin kinase inhibitor-cyclin-cyclin-dependent kinase machinery // Molecular Cancer Therapeutics. 2004. Vol. 3. PP. 933-940.
Park S.Y., Jin M.L., Kim Y.H., Lee S.J., Park G. Sanguinarine inhibits invasiveness and the MMP-9 and COX-2 expression in TPA-induced breast cancer cells by inducing HO-1 expression // Oncology Reports. 2014. Vol. 31. PP. 497-504. doi: 10.3892/or.2013.2843
Zhang X., Lu S., Han J., Sun S., Wang L., Li Y. Preparation, characterization and in vivo distribution of solid lipid nanoparticles loaded with syringopicroside // Pharmazie. 2011. Vol. 66. PP. 404-407. doi: 10.1691/ph.2011.0350
Riss T.L., Moravec R.A., Niles A.L., Duellman S., Benink H.A., Worzella T.J., Minor L. Cell Viability Assays. In: Sittampalam G.S., Coussens N.P., Brimacombe K., et al., eds. Assay Guidance Manual [Internet]. Bethesda (MD): Eli Lilly & Company and the National Center for Advancing Translational Sciences; 2004-. Avaliable at: http://www.ncbi.nlm.nih. gov/books/NBK144065/
Черемных Е.Г., Кулешин А.В., Кулешина О.Н. Биотестирование пищевых добавок на инфузориях // Вестник Российского университета дружбы народов. Серия: Экология и безопасность жизнедеятельности. 2011. № 3. С. 5-12. Available at: https://elibrary.ru/ item.asp?id=16757361
Kuleshina O.N., Kozlov L.V., Cheremnykh E.G. A universal method for measuring functional activity of complement in humans, laboratory, domestic, and agricultural animals, amphibians, and birds // Bulletin of Experimental Biology and Medicine. 2014. Vol. 157, № 2. РР. 285-287. doi: 10.1007/s10517-014-2546-5
Ivanov P.A., Faktor M.I., Karpova N.S., Cheremnykh E.G., Brusov O.S. Complement-mediated death of ciliate Tetrahymenapyriformis caused by human blood serum // Bulletin of Experimental Biology and Medicine. 2016. Vol. 160, №6. PP. 775-778. doi: 10.1007/ s10517-016-3307-4
Riddick T.M., Zeta-Meter, Inc. Control of colloid stability through zeta potential: with a closing chapter on its relationship to cardiovascular disease. Livingston Pub. Co., 1968. 372 p.
Feldman N.B., Kuryakov V.N., Sedyakina N.E., Gromovykh T.I., Lutsenko S.V. Preparation of liposomes containing benzophenanthridine alkaloid sanguinarine and evaluation of its cytotoxic activity // International Journal of Nanotechnology. 2018. Vol. 15, № 4/5. PP. 280-287. doi: 10.1504/IJNT.2018.094785
Луценко С.В., Громовых Т.И., Каширин В.В., Курьяков В.Н., Баранова А.А., Садыкова В.С., Фельдман Н.Б. Исследование in vitro противоопухолевой и антимикробной активности препарата пэгилированных липосом с сангвинарином // Антибиотики и химиотерапия. 2018. Т. 63, № 3-4. С. 3-7.
Stanley S.L. Jr. Amoebiasis // Lancet. 2003. Vol. 361, №9362. РР. 1025-1034. doi: 10.1016/ S0140-6736(03)12830-9
Desjeux P. Leishmaniasis: current situation and new perspectives // Comparative immunology, microbiology and infectious diseases. 2004. Vol. 27, №5. РР. 305-318. doi: 10.1016/j.cimid.2004.03.004
Nimir A.R., SaliemA., Ibrahim I.A. Ophthalmic parasitosis: a review article // Interdisciplinary Perspectives on Infectious Diseases. 2012. Article 587402. doi: 10.1155/2012/587402
 Исследование биологической активности липосомного сангвинарина на культурах опухолевых клеток и простейших | Вестн. Том. гос. ун-та. Биология. 2018. №  44. DOI: 10.17223/19988591/44/6

Исследование биологической активности липосомного сангвинарина на культурах опухолевых клеток и простейших | Вестн. Том. гос. ун-та. Биология. 2018. № 44. DOI: 10.17223/19988591/44/6