Catalytic properties of lactate dehydrogenase in the organs of rats with thermal injury under the influence of glutathio.pdf Введение Термические поражения представляют серьезную медицинскую, социальную и экономическую проблему в современном обществе. Так, по данным ВОЗ, ежегодно за медицинской помощью с ожогами обращается примерно 6 млн человек [1]. При этом развивающаяся ожоговая болезнь сопровождается возникновением тканевой гипоксии и синдрома эндогенной интоксикации, накоплением в крови веществ низкой и средней молекулярной массы, особенно высокотоксичных альдегидов, нарушением метаболизма и энергетического обмена клеток, изменением активности ферментных систем [2]. При ожоговой болезни возникает потребность в поддержании метаболических процессов на необходимом количественном и качественном уровне, модулировании их ответной реакции на ожоговую травму по силе и направленности для достижения оптимальной адаптации органов и физиологических систем к травме [1]. Ключевую роль в энергетическом обмене играет фермент лактатдегидрогеназа (ЛДГ, КФ 1.1.1.27), от активности которого зависит соотношение лактат / пируват и НАД / НАДН в клетках. Поэтому исследование каталитических свойств лактатдегидрогеназы и поиск путей коррекции нарушения ее активности при термической травме является актуальным. В настоящее время в модуляции метаболических сдвигов большое внимание уделяется оксиду азота, обладающему регуляторными, антиокси-дантными, детоксикационными, вазодилатирующими свойствами [3-5]. NO вызывает расслабление гладких мышц сосудов, участвует в защите от патогенов, является нейромедиатором, регулирует программируемую гибель и пролиферацию клеток, играет важную роль в секреторной и репродуктивной системе [6, 7]. Такое разнообразие эффектов оксида азота обусловлено образованием физиологически активных метаболитов NO и его взаимодействием с различными молекулярными мишенями [8, 9]. В течение многих лет в клинической практике применяют вводимые в организм экзогенно такие доноры монооксида азота, как широко известные лекарственные средства на основе органических нитратов, например нитроглицерин и его аналоги [10]. На сегодняшний день изучаются физиологические свойства и возможности применения других доноров NO, в частности, одной из физиологических форм транспорта и депонирования оксида азота, динитрозильных комплексов железа (ДНКЖ), в состав которых входят нитрозильные и тиольные ли-ганды (глутатион, цистеин, тиосульфат) [6, 9, 11, 12]. Известно, что in vivo сера - нитрозильные комплексы железа существуют в двух формах: моноядерной [Fe(SR)2(NO)2]- [13, 14] и биядерной [Fe2(SR)2(NO)4] [14-17]. Между этими формами наблюдается динамическое равновесие, зависящее от концентрации тиолов в физиологических условиях [11, 12]. Квазистабильные парамагнитные динитрозильные комплексы железа с тиолсодержащими лигандами, находящиеся в растворе в ионной форме [Fe(RS)2Fe(NO)2]-, могут формироваться по L-аргинин-зависимому пути и накапливаться в клетках животных [13]. Наряду с другой формой эндогенных соединений монооксида азота - S-нитрозотиолами - динитро-зильные комплексы железа с тиолсодержащими лигандами могут выполнять функцию защиты NO в организме животных и человека от губительного действия на него анионов супероксида, что обеспечивает депонирование NO, а также его внутри- и межклеточный транспорт [6-7]. Вместе с тем динитрозильные комплексы железа как доноры NO способны воздействовать на разнообразные физиологические процессы, вызывая гипотензию, расслабление кровеносных сосудов, подавление тромбообразования и т.д. [7, 18]. Показано, что стабильный динитрозильный комплекс железа с тиосульфатом, введенный внутривенно в организм, связывается с белковыми молекулами и присутствует в кровотоке в течение длительного времени (более двух суток) [19]. Таким образом, актуальным представляется исследование механизмов патологических процессов, происходящих в биологических системах с участием динитрозильных комплексов железа. При этом влияние депонированной формы оксида азота, ДНКЖ на каталитические свойства лактатдегидрогеназы при термической травме не изучено. Цель данной работы - изучение влияния ДНКЖ на активность лактат-дегидрогеназы в печени, почках, сердце и легких крыс с комбинированной термической травмой. Материалы и методики исследования Эксперименты проведены на белых крысах-самцах линии Wistar, полученных из филиала «Столбовая» Федерального государственного бюджетного учреждения науки «Научный центр биомедицинских технологий Федерального медико-биологического агентства» (Филиал «Столбовая» ФГБУН НЦБМТ ФМБА России, г. Москва). Все животные содержались в стандартных условиях вивария в клетках при свободном доступе к пище и воде на рационе питания согласно нормативам ГОСТа «Содержание экспериментальных животных в питомниках НИИ». Условия работы с животными соответствовали правилам Европейской конвенции ET/S 129, 1986, и директивам 86/609 ESC [20]. После 14-дневной адаптации к условиям местного вивария и карантина из 45 крыс массой 200-250 г сформировали следующие группы: 1-я группа - контрольная (интактные здоровые животные, n = 15); 2-я группа - животные с ожогом (n=15), которым ежедневно внутрибрю-шинно вводили 1 мл физиологического раствора; 3-я группа - животные с ожогом, ежедневно получавшие лечение в виде внутрибрюшинных инъекций 10%-ного раствора ДНКЖ (1 мл; 0,3 ммоль/л) (n = 15). Динитрозильные комплексы железа с глутатионом получали по методике А.Ф. Ванина [21], смешивая 300 мМ NaNO2, 200 мМ восстановленного глутатиона и раствор FeSO4. Концентрацию ДНКЖ определяли спектрофотометрическим методом на спектрофотометре Power Wave XS (Bio-Tek, USA) в диапазоне длин волн 410-700 нм. Комбинированную термическую травму (контактный ожог на площади 20% поверхности тела и термоингаляционное воздействие горячим воздухом и продуктами горения в течение 20-30 с в условиях камеры ингаляции) наносили под наркозом (Золетил (60 мг/кг) + Ксила (6 мг/кг)) [22]. Животных выводили из эксперимента путем декапитации с предварительной перерезкой сонной артерии под наркозом (Золетил + Ксила). После декапитации крыс вскрывали брюшную полость, печень, почки, сердце и легкие быстро извлекали, отмывали от крови, многократно пер-фузируя их охлажденным физиологическим раствором с помощью толстой иглы и шприца объем 10 мл. Промытые органы сразу помещали в стоящую на льду чашку Петри и измельчали ножницами. В стеклянном гомогенизаторе Поттера с тефлоновым пестиком готовили 10%-ный гомогенат тканей органа (печени, почки, сердца или легкого) на основе среды, содержащей 0,25 М раствор сахарозы, 1 мМ раствор ЭДТА, 0,01 М трис-НО-буфер (рН = 7,5). Ткань гомогенизировали в течение 30-40 с. Для удаления не полностью разрушенных клеток и ядер гомогенат центрифугировали 10 мин при 1000 g на центрифуге Multifuge 1 SR (t = 0 + 2°С). Рыхлый осадок отбрасывали, для исследований использовали супернатант [23]. В гомогенатах печени, сердца, почек и лёгких оценивали активность ЛДГ. Активность лактатдегидро-геназы в прямой реакции (ЛДГпр) определяли с использованием в качестве субстрата молочной кислоты, в обратной реакции (ЛДГобр) - с использованием пировиноградной кислоты по Г. А. Кочетову [24]. Концентрацию белка определяли по методу Лоури в модификации [25]. Для выявления нарушений энергетического метаболизма в органах крыс рассчитывали коэффициент баланса энергетических реакций (КБЭР) : КБЭР = (ЛДГпр/ЛДГобр) / (ЛДГобр/ЛДГпр) х 100 [26]. Результаты исследований обрабатывали с использованием программы StatSoft STATISTICA 6.0, с помощью которой рассчитывались средняя арифметическая величина показателей и ошибка средней. Статистическая значимость различий между показателями определялась с помощью t-критерия Стьюдента (р

Скачать электронную версию публикации